Peptydy o wysokiej czystości – profesjonalna synteza do badań laboratoryjnych

Proces przygotowania peptydu wymaga wieloetapowej syntezy peptydowej i oczyszczania, aby uzyskać produkty o wysokiej czystości, stosowane w badaniach eksperymentalnych.

Krok 1: Aktywacja monomerów aminokwasów
Synteza peptydu rozpoczyna się od przygotowania monomerów aminokwasów niezbędnych do budowy polipeptydów. Monomery te są aktywowane w laboratoriach badawczych w celu umożliwienia ich późniejszego łączenia w sekwencje peptydowe. Aktywacja aminokwasów pozwala na uzyskanie form pośrednich gotowych do dalszych etapów syntezy i tworzenia bardziej złożonych peptydów.

Krok 2: Synteza tripeptydów Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu i Lys-Glu-Val-Lys-Asp
W kolejnym etapie aminokwasy są łączone w celu wytworzenia dwóch tripeptydów: Tyr-Gly-Gly-Phe-Leu oraz Lys-Glu-Val-Lys-Asp. W laboratoriach badawczych proces ten odbywa się etapami, poprzez stopniowe łączenie aminokwasów w określone sekwencje, aż do uzyskania docelowych tripeptydów, które mogą być dalej łączone z innymi fragmentami peptydowymi w celu budowy pełnej struktury polipeptydu.

Krok 3: Ligacja C-końca fragmentu peptydowego
W tym etapie zachodzi łączenie fragmentów peptydowych w celu stworzenia bardziej złożonej struktury peptydu. Pośrednie produkty powstające w wyniku tej ligacji są następnie oczyszczane, co pozwala na uzyskanie wysokiej czystości materiału badawczego i zapewnia jego stabilność w dalszych etapach syntezy.

Krok 4: Ligacja kolejnych fragmentów peptydowych
Kolejny etap obejmuje połączenie wcześniej otrzymanych tripeptydów z innymi fragmentami peptydowymi, tworząc większe sekwencje. Proces ten w laboratoriach badawczych wymaga wielokrotnego oczyszczania oraz kontroli jakości, aby zapewnić, że końcowy produkt posiada właściwą strukturę peptydową i odpowiednią czystość.

Krok 5: Oznaczenie N-końca
Ostatni etap syntezy polega na wprowadzeniu oznaczenia N-końca peptydu w celach badawczych. Dzięki temu możliwe jest identyfikowanie i potwierdzanie struktury molekularnej w laboratoriach badawczych. Proces ten pozwala również na dalsze badania właściwości biologicznych peptydu w modelach eksperymentalnych.

Podsumowanie
Wszystkie etapy syntezy peptydu w laboratoriach badawczych obejmują wieloetapową syntezę peptydową, oczyszczanie i kontrolę jakości, aby uzyskać preparaty o wysokiej czystości. Materiały te służą wyłącznie do badań eksperymentalnych i naukowych i nie powinny być interpretowane jako produkty lecznicze lub terapeutyczne.

Peptydy badawcze jako wzorce HPLC – zastosowanie i procedura laboratoryjna

Odczynnik może być stosowany w laboratoriach analitycznych i badawczo-rozwojowych jako materiał odniesienia (wzorzec/standard) do przygotowania roztworów wzorcowych, kontroli jakości oraz walidacji metod oznaczania. Produkt znajduje zastosowanie m.in. w analizie ilościowej i jakościowej metodami chromatograficznymi, w szczególności HPLC/UPLC, a także w pracach metodycznych obejmujących:

  • przygotowanie krzywych kalibracyjnych i roztworów roboczych,
  • badania powtarzalności i odtwarzalności metody,
  • weryfikację selektywności, liniowości i czułości (LOD/LOQ),
  • kontrolę zgodności wyników w ramach badań rutynowych,
  • badania stabilności analitu w roztworach i w matrycy.

Odczynnik przeznaczony jest do użytku profesjonalnego w warunkach laboratoryjnych, zgodnie z dobrą praktyką laboratoryjną (GLP) oraz obowiązującymi procedurami BHP.

Procedura zastosowania w HPLC jako wzorzec/standard (SOP – przykład)

1) Cel

Przygotowanie roztworu wzorcowego (stock) oraz roztworów roboczych analitu do analizy metodą HPLC w celu identyfikacji i/lub oznaczania ilościowego.

2) Zakres

Procedura dotyczy przygotowania standardu z odczynnika stałego (proszek/krystaliczny) lub ciekłego wzorca oraz wykonania roztworów do krzywej kalibracyjnej.

3) Odczynniki i materiały
  • badany odczynnik (wzorzec/standard): [nazwa, czystość, nr kat./CAS]
  • rozpuszczalnik: [np. metanol / acetonitryl / woda / bufor], jakość HPLC
  • faza ruchoma HPLC: [skład]
  • filtry strzykawkowe 0,22 µm lub 0,45 µm (PTFE/NYLON/PVDF – wg rozpuszczalnika)
  • kolby miarowe (np. 10, 50, 100 mL), pipety automatyczne, wagi analityczne (0,1 mg)
  • fiolki HPLC z insertami (jeśli potrzeba)
4) Sprzęt
  • system HPLC z detektorem [UV/DAD/FLD/MS]
  • mieszadło/sonikator (opcjonalnie)
  • pH-metr (jeśli stosowane bufory)

5) Bezpieczeństwo

Pracować w rękawicach i okularach ochronnych. Stosować dygestorium przy rozpuszczalnikach lotnych. Postępować zgodnie z kartą charakterystyki (SDS) dla odczynnika i rozpuszczalników.

A. Przygotowanie roztworu podstawowego (stock)

A1) Obliczenia

Docelowe stężenie stock: Cₛ = [np. 1000 µg/mL]
Objętość kolby: V = [np. 10,00 mL]
Wymagana masa: m = Cₛ × V (z uwzględnieniem jednostek)
Jeśli podajesz czystość (assay) np. 99,5%:
m_koryg = m / 0,995

A2) Wykonanie
  1. Oznacz kolbę miarową: „Stock – [nazwa]”, data, osoba, rozpuszczalnik.
  2. Odważ [m_koryg] mg wzorca na wadze analitycznej.
  3. Przenieś ilościowo do kolby miarowej [V mL].
  4. Dodaj ok. 70–80% objętości rozpuszczalnika, rozpuść (mieszanie/sonikacja).
  5. Uzupełnij do kreski tym samym rozpuszczalnikiem i dokładnie wymieszaj.
  6. Jeśli roztwór ma być podany na HPLC: przefiltruj przez filtr 0,22/0,45 µm do fiolki HPLC (jeżeli jest ryzyko cząstek).

Uwagi praktyczne

  • Jeśli analit jest słabo rozpuszczalny, użyj mieszaniny rozpuszczalników (np. MeOH:H₂O) albo rozważ łagodne ogrzewanie (jeżeli stabilność na to pozwala).
  • Unikaj długiej sonikacji dla substancji wrażliwych (ryzyko degradacji).

B. Przygotowanie roztworów roboczych i krzywej kalibracyjnej

  1. Na podstawie stock przygotuj serię roztworów roboczych w zakresie np.
    [1, 5, 10, 25, 50, 100 µg/mL] (lub inny wymagany przez metodę).
  2. Rozcieńczeń dokonuj w rozpuszczalniku zgodnym z fazą ruchomą lub w diluencie (np. faza ruchoma, MeOH:H₂O).
  3. Każdy poziom opisz: stężenie, data, osoba.
  4. (Opcjonalnie) przygotuj standard kontrolny QC w środku zakresu, np. [25 µg/mL].

C. Parametry HPLC – szablon do wpisania

  • Kolumna: [np. C18, 150 × 4,6 mm, 5 µm]
  • Temperatura kolumny: [np. 30°C]
  • Faza ruchoma: [A: woda + 0,1% kw. mrówkowego; B: ACN]
  • Program: izokratyczny [np. 60:40] lub gradient [opis]
  • Przepływ: [np. 1,0 mL/min]
  • Objętość nastrzyku: [np. 10 µL]
  • Detekcja: [np. UV 254 nm / DAD 200–400 nm / MS]
  • Czas analizy: [np. 10 min]

D. Sekwencja wstrzyknięć (przykład)

  • Blank (diluent)
  • Standard średni (system suitability / sprawdzenie retencji)
  • Krzywa kalibracyjna od najniższego do najwyższego stężenia
  • QC (co np. 10 próbek)
  • Próby badane
  • Standard końcowy (kontrola dryftu)

E. Kryteria akceptacji (przykład)

  • Liniowość krzywej: R² ≥ 0,995 (lub wg metody)
  • Powtarzalność: RSD pól powierzchni dla n=5 wstrzyknięć standardu ≤ 2,0%
  • Zgodność retencji: odchylenie czasu retencji ≤ 2% (lub wg metody)
  • QC w granicach ± 10% wartości nominalnej (lub wg walidacji)

F. Przechowywanie roztworów

  • Stock i roztwory robocze przechowywać w [2–8°C / -20°C], w ciemności, w szczelnych fiolkach.
  • Zalecany czas użycia: [np. 14-48 dni] (chyba że badania stabilności wskazują inaczej)
  • Unikać wielokrotnego zamrażania/rozmrażania.